摘要
目的：构建并鉴定同种异体小鼠肾移植慢性抗体介导排斥反应（chronic antibody-mediated rejection，cABMR）模型。方法：采用雄性6~8周龄BALB/cH2d 与C57BL/6H2b 小鼠，随机分为：①同基因对照组；②细胞介导的排斥反应组；③急性抗体介导排斥反应组（acute antibody-mediated rejection，aABMR）；④cABMR 组1；⑤cABMR 组2；⑥cABMR 组3。移植肾行病理染色及 Banff评分诊断，绘制生存曲线，检测移植肾组织中补体片段C3d沉积、外周血IgG类供体特异性抗体（donor specific antibody， DSA）、血清肌酐（creatinine，Cr）、血清尿素氮（blood urea nitrogen，BUN）水平，检测移植肾组织中CD3+ T细胞、CD19+ B细胞、F4/80标记的巨噬细胞、Ly6G 标记的髓系细胞数量。结果：cABMR 组 1 模型符合抗体介导排斥反应（antibody-mediated rejection， ABMR）诊断标准，术后存活率为80%，CD3+ T细胞不明显，故选用cABMR组1作为cABMR模型进行后续论证。与对照组相比， cABMR的C3d表达阳性区域显著增多，外周血IgG类DSA平均荧光强度明显增强，外周血血清Cr与BUN水平明显升高。与 aABMR相比，cABMR移植肾管周毛细血管出血、扩张，肾小球内可见单个核细胞浸润，肾小管内出现更典型的小管损伤及刷状缘脱落，Banff评分更高，C3d表达阳性区域显著增多，外周血IgG类DSA平均荧光强度显著增强，外周血血清Cr与BUN水平明显升高。与aABMR相比，cABMR肾间质和管周毛细血管CD19+ B细胞、CD3+ T细胞浸润均不显著，肾间质F4/80标记的巨噬细胞、Ly6G标记的髓系细胞浸润均更显著，Foxp3与白介素（interleukin，IL）-10的表达在cABMR模型中显著减少，IL-1β、IL-6、肿瘤坏死因子α（tumor necrosis factor α，TNF-α）、趋化因子CCL2炎症细胞因子的浸润在cABMR模型中显著增多。结论：成功构建并鉴定一种生存周期得到延长的cABMR模型，可在此模型的基础上评估cABMR的发生机制及干预措施，具有较高的临床应用价值。
关键词
Abstract
Objective：Construction and identification of a chronic antibody-mediated rejection（cABMR）model of renal graft in mice. Methods：Male 6-8 weeks old BALB/cH2d and C57BL/6H2b mice were randomly divided into the syngeneic control group，cell-mediated rejection group，acute antibody-mediated rejection（aABMR）group，cABMR group 1，cABMR group 2，cABMR group 3. Pathological staining and Banff score were performed to diagnose the transplanted kidneys，survival curves were plotted，the levels of complement fragment C3d deposition，peripheral blood IgG class donor-specific antibody（DSA），serum creatinine（Cr）and serum urea nitrogen（BUN）were detected in transplanted kidney tissues，the expression of CD3 + T cells，CD19 + B cells，F4/80 labelled macrophages，Ly6G labelled myeloid cells were detected. Results：cABMR group 1 met ABMR diagnostic criteria with 80% postoperative survival rate and negligible CD3+ T cell expression，thus selected for subsequent studies. Compared to the control group，the C3d-positive exoression regions were significantly increased in the cABMR group and the average fluorescence intensity of IgG DSA in peripheral blood was notably enhanced. Serum Cr and BUN levels in peripheral blood were significantly higher. Compared to aABMR，the cABMR model of transplanted kidneys showed more extensive peritubular capillary haemorrhage and dilatation，single nucleus infiltration in the glomeruli，and more typical tubular damage and brush border detachment in the tubules，higher Banff scores， significantly more positive areas of C3d expression，significantly higher mean fluorescence intensity of peripheral blood IgG DSA， significantly higher peripheral blood serum Cr and BUN levels. Incontrast to aABMR，cABMR group showed no siginificant infiltration of CD19+ B cells or CD3+ T cells in the renal interstitial or peritubular capillaries，but there was a more significant infiltration of renal interstitial F4/80 labelled macrophage and Ly6G labelled myeloid cell. Foxp3 and IL-10 expression were significantly reduced in the cABMR model，while the infiltration of IL-1β，IL-6，TNF-α and CCL2 inflammatory cytokines was significantly increased in cABMR model. Conclusion：A cABMR model with an extended survival period was successfully constructed and identified. This model can be used to assess the mechanisms and intervention strategies of cABMR，with high clinical application value.
抗体介导排斥反应（antibody ⁃ mediated rejec⁃ tion，ABMR）是影响远期移植肾存活的重要因素[1-2]，近年来，越来越多的研究发现ABMR与移植物功能丧失密切相关，但目前对于ABMR的作用及机制仍不清楚[3-4]，因此构建动物模型对研究 ABMR 的发生机制、临床防治以及改善移植肾预后具有重要意义[5]。慢性 ABMR（chronic ABMR，cABMR）是晚期肾同种异体移植物丢失的重要原因[6-7]，较急性 ABMR（acute ABMR，aABMR）在临床中更常见[8]，其主要导致移植肾小管周围毛细血管基底膜增厚、分层及管腔狭窄、肾小球基底膜破坏、微血栓形成及小血管向大血管蔓延等[9]，对移植肾功能会造成明显的不可逆损害，目前临床尚无特异性治疗手段[10]。随着皮肤预致敏方法的开发和移植肾吻合血管方法的改进，本中心在国内首次报道同种异体小鼠肾移植 ABMR 模型的成功构建及鉴定[11]，但构建的 ABMR 模型移植受体小鼠的生存周期较短[12-13]，不利于探索长期干预治疗措施对cABMR移植肾预后的效果[14]。为此，本研究拟通过改进皮肤移植后肾脏移植的时间节点和切取移植肾脏的时间节点，利用 BALB/cH2d 和 C57BL/6H2b 的小鼠品系组合，构建并鉴定一种同种异体小鼠肾移植cABMR模型。
1 材料和方法
1.1 材料
本研究使用的C57BL/6H2b 与BALB/cH2d 小鼠均购于南京医科大学医药实验动物中心[实验动物生产许可证：SCXK（苏）2021⁃0001]。研究涉及的所有实验动物均饲养于南京医科大学实验动物基地[实验动物使用许可证：SCXK（苏）2023⁃0029]。所有实验动物相关操作均经过南京医科大学实验动物福利伦理委员会审核并批准（伦理编号：IACUC⁃2411073）。本实验遵循3R原则进行。
实验动物均为雄性，周龄6~8周，体重20~30 g。基于各组受体小鼠的预期生存率及相对于对照组的风险比（hazard ratio，HR），设定统计功效（1-β）为 80%，显著性水平（α）为0.05（双侧），确定总受体小鼠样本量为62例，各组样本量约为10例，根据受体小鼠样本量确定供体小鼠样本量。分组如下：①同基因对照组（SYN14D 组）：20 只 C57BL/6H2b，未行预致敏，只行C57BL/6H2b →C57BL/6H2b 肾移植术，14 d后取移植肾；②T 细胞介导排斥反应（T cell⁃mediated rejection，TCMR）组（TCMR14D组）：10只BALB/cH2d， 10只C57BL/6H2b，未行预致敏，行BALB/cH2d →C57BL/6H2b 肾移植术，14 d 后切取移植肾；③ aABMR 组 （BST5D+KT5D）：10 只 BALB/cH2d，10 只 C57BL/6H2b，将供体BALB/cH2d 背部皮肤移植到受体C57BL/6H2b 背部，5 d后行BALB/cH2d →C57BL/6H2b 肾移植，5 d后取移植肾；④ cABMR 组 1（TST2D + KT14D）：10 只 BALB/cH2d，10只C57BL/6H2b，将供体BALB/cH2d 尾部皮肤移植到受体C57BL/6H2b 背部，2 d后行BALB/cH2d → C57BL/6H2b 肾移植，14 d后切取移植肾；⑤cABMR组 2（TST3D+KT14D）：10只BALB/cH2d，10只C57BL/6H2b，将供体BALB/cH2d 尾部皮肤移植到受体C57BL/6H2b 背部，3 d后行BALB/cH2d →C57BL/6H2b 肾移植，14 d后切取移植肾；⑥cABMR 组 3（TST4D +KT14D）：10 只 BALB/cH2d，10只C57BL/6H2b，将供体BALB/cH2d 尾部皮肤移植到受体 C57BL/6H2b 背部，4 d后行BALB/cH2d →C57BL/6H2b 肾移植，14 d后切取移植肾。
显微外科手术器械（上海金钟医疗有限公司），流式细胞仪（Beckman Coulter 公司，美国），0.2 g/kg 头孢唑肟、3.5%异氟烷、高渗枸橼酸盐嘌呤溶液（上海输血技术有限公司），免疫荧光固定液（上海碧云天生物技术有限公司），C3d免疫荧光抗体（R&D公司，美国），Cy3标记山羊抗小鼠IgG（H+L）（上海碧云天生物技术有限公司），DAPI试剂（北京索莱宝科技有限公司），鼠兔通用型二抗（南京泰盈生物科技有限公司），二氨基联苯胺（diaminobenzidine，DAB） （中山澳泉医疗科技有限公司），肌酐（creatinine，Cr） 试剂盒、尿素氮（blood urea nitrogen，BUN）检测试剂盒（南京建成生物工程研究所），红细胞裂解液（上海碧云天生物技术有限公司），小鼠淋巴细胞分离液（深圳达科为生物技术有限公司），PE标记抗小鼠 IgG1抗体（Abcam公司，英国）。
1.2 方法
1.2.1 皮肤移植
脱颈处死cABMR组1、cABMR组2、cABMR组3 的BALB/cH2d 供体小鼠，脱除其尾部皮肤，修剪出一块 0.5 cm×0.5 cm 大小的方块皮肤，将皮肤保存于 20 mL的4℃生理盐水中；aABMR组BALB/cH2d 供体小鼠，脱颈处死后剃除其背部毛发，修剪出一块 0.5 cm×0.5 cm大小的方块皮肤，将其内侧结缔组织刮除干净直至真皮组织[10]。麻醉机以3.5%异氟烷诱导、1.5%异氟烷吸入以维持 C57BL/6H2b 受体小鼠麻醉，对受体小鼠充分消毒和备皮后，在其背部位置剪下0.4 cm×0.4 cm大小的方形缺损，在供体皮肤的四角及四边使用单纯间断8针缝合皮肤移植物，用纱布加压包扎于皮肤移植处，皮下注射0.2 g/kg头孢唑肟钠以预防感染，1 d后拆除纱布。
1.2.2 小鼠肾移植手术步骤
根据国际报道方法获取供体左肾，于受体腹腔右侧行异位肾脏移植。血管吻合：肾动脉使用带瓣 Patch的端侧吻合法，肾静脉采用端侧吻合法。保留供体肾脏输尿管及伴行血管，采用输尿管膀胱塞入法使供体输尿管自然缩入受体膀胱内。术后皮下注射0.2 g/kg头孢唑肟钠1 mL预防感染。具体手术方法参照本研究组之前发表的成果[11，15]。
1.2.3 移植肾组织病理检测
移植肾组织行石蜡包埋，采用苏木精⁃伊红（he⁃ matoxylin and eosin，HE）和过碘酸雪夫（periodic acid ⁃Schiff，PAS）染色，病理组织的诊断标准遵照 Banff 2019[9] 进行。
1.2.4 移植肾组织免疫荧光染色
移植肾组织石蜡包埋，脱蜡后行抗原修复并使用固定液固定，滴加大鼠抗小鼠C3d抗体4℃孵育过夜，滴加Cy3标记山羊抗小鼠IgG（H+L）室温下避光孵育1 h，使用DAPI染细胞核30~60 s后封片保存。
1.2.5 免疫组织化学染色（immunohistochemistry， IHC）
移植肾组织石蜡包埋，脱蜡后行抗原修复并使用固定液固定，滴加一抗室温孵育过夜，滴加二抗避光孵育30 min，滴加显色剂二氨基联苯胺显色，苏木精染细胞核30~60 s后脱水封片。
1.2.6 小鼠移植肾功能检测
根据试剂盒使用说明检测血清Cr、BUN水平。
1.2.7 流式细胞术检测
流式细胞检测受体小鼠外周血中供体特异性抗体（donor specific antibody，DSA）[16]。脱颈处死供体BALB/cH2d 小鼠，取脾脏经研磨、过滤网筛制备为细胞悬液。使用红细胞裂解液冰上孵育 10 min 后重悬，缓慢沿管壁加入小鼠淋巴细胞分离液，离心后吸取中间层淋巴细胞并重悬。稀释5倍待测受体小鼠血清，取50 μL细胞悬液加入血清至最终稀释度为1∶10，37℃恒温箱孵育30 min后重悬。于重悬液中加入 PE 标记抗小鼠 IgG1 抗体，避光于冰上孵育45 min后重悬，流式细胞仪检测脾脏淋巴细胞平均荧光强度（mean fluorescence intensity，MFI）即为受体小鼠外周血DSA水平[17]。
1.3 统计学方法
使用 SPSS26.0、GraphPad Prism9.0.2 统计分析软件，采用t检验，方差分析比较各组间DSA 水平、外周血清 Cr、血清 BUN 水平，针对 Banff 评分，采用方差分析比较各条评分细则下的各组分值差异相比对照组是否具有统计学意义，各组小鼠的生存曲线图采用 Log⁃rank 检验（对数秩检验）进行分析。 C3d 阳性区域半定量分析使用 Image J V1.0 软件。流式结果分析使用 FlowJo_v10.8.1 软件。P <0.05 为差异有统计学意义。
2 结果
2.1 同种异体小鼠肾移植cABMR模型的构建
皮肤移植的结果如图1所示，移植皮肤贴合在受体表面，无明显隆起或凹陷，移植第2天受体创面周围血管开始向移植皮肤内生长且血运开始恢复，第4天起移植皮肤的温度接近正常皮肤，皮肤弹性触感恢复，移植皮肤边缘开始出现淡红色晕圈，表明皮肤移植构建成功。
图1小鼠皮肤移植镜下观
Figure1Microscopic views of skin grafts in mice
各组移植肾组织常规病理染色如图2A 所示： cABMR 组 1 可见管周毛细血管出血、扩张，肾小球内可见单个核细胞浸润，肾小管内出现典型的急性小管损伤、小管扩张以及刷状缘脱落，提示管周毛细血管炎、肾小球炎以及肾小管炎的出现；cABMR 组2部分肾小管组织结构开始出现崩解坏死，部分肾脏边缘皮质区开始出现缺血、坏死，部分肾小管区域发生坏死；cABMR组3镜下可见动脉呈洋葱皮样改变，肾小管腔狭窄、闭塞，肾小管内细胞核碎裂，呈凝固型坏死表现。SYN14D组作为对照组，仅表现为轻度的缺血再灌注损伤和间质水肿；TCMR14D组肾小球急性损伤，肾小管刷状缘脱落明显，肾间质存在大量单个核细胞浸润，符合 TCMR 表现； aABMR组根据本组之前的成果，已被证实呈典型的 ABMR表现[10]。采用Banff评分对各组进行评价，标准及细则如下：间质炎症（i0：<10%；i1：10%~25%； i2：26%~50%；i3：>50%），肾小管炎症（t0：无炎症细胞；t1：1~4个炎症细胞/小管；t2：5~10个炎症细胞/小管；t3：>10 个炎症细胞/小管），肾动脉炎症（v0：无； v1：<25%管腔面积损失；v2：≥25%管腔面积损失； v3：透壁或/和纤维蛋白样改变和内侧平滑肌坏死），肾小球炎症（g0：无；g1：<25%；g2：25%~75%；g3：>75%），管周毛细血管炎症（ptc0：<3 个炎症细胞； ptc1：≥10%的ptc有≥1个炎症细胞，最多3~4个/ptc； ptc2：≥10%的ptc有≥1个炎症细胞，最多5~10个/ptc； ptc3：≥10%的ptc有≥1个炎症细胞，>10个/ptc）。各组的Banff评分如图2B所示。
此外，还观察了各组小鼠的生存时间并行生存曲线分析（ 图2C）。 SYN14D 组、TCMR14D 组、 cABMR组1、cABMR组2、cABMR组3小鼠术后14 d 生存率分别为 90%、80%、80%、40%、30%，aABMR 组小鼠术后 5 d 生存率为 80%。各组均记录 10 只 C57BL/6H2b 受体小鼠的生存情况。小鼠死亡原因包括：皮肤移植预致敏失败、移植肾失功、输尿管膀胱吻合口瘘、移植肾动脉血栓形成等。结合病理染色结果，本研究后续论证的实验组选择病理损伤典型且切除原位肾脏后生存情况较好的cABMR组1进行。
对 SYN14D 组、TCMR14D 组、cABMR 组 1 移植肾组织行 CD3 免疫组织化学染色（图3）。SYN14D 组、cABMR组1肾间质和管周毛细血管未见到明显的CD3+ T细胞浸润，TCMR14D组肾间质与管周毛细血管均有明显的CD3+ T细胞浸润[（4.22±0.58）% vs. （0.93±0.36）%，F=124.8，P <0.001]。
2.2 同种异体小鼠肾移植cABMR模型的鉴定
cABMR 组 1 小鼠外周血血清 Cr 水平高于 SYN14D 组[（568.90 ± 89.58）μmol/L vs.（283.40 ± 42.33）μmol/L，F=62.53，P <0.01，图4A]，cABMR组 1小鼠外周血血清BUN水平高于SYN14D组[（5.49± 0.85）mmol/L vs.（2.48 ± 0.31）mmol/L，F=70.52，P <0.01，图4B]。对移植肾组织行C3d免疫荧光染色，结果显示 cABMR 组 1 的 C3d 阳性区域表达较 SYN14D 组明显增多[（5.14 ± 0.87）% vs.（0.74 ± 0.52）%，P <0.001，图4C、E]。对外周血IgG类DSA 水平行流式细胞术检测，结果显示 cABMR 组 1 的 DSA 平均荧光强度较 SYN14D 明显升高[（39 095± 2 947）vs.（2 358±388），P <0.001，图4D]。
2.3 cABMR模型与aABMR模型比较结果
选用cABMR模型（cABMR组1）与aABMR模型 （BST5D+KT5D 组），分别从移植肾病理染色、Banff 评分、血清Cr、BUN、移植肾C3d免疫组织荧光染色、小鼠外周血IgG类DSA水平、免疫浸润等方面进行比较。结果表明：cABMR模型管周毛细血管出血扩张、刷状缘脱落情况较aABMR模型更为严重，更多的肾小球内表现出单个核细胞浸润，Banff 评分较 aABMR 更高（图5A、B）。cABMR 小鼠血清 Cr 水平高于 aABMR[（508.90 ± 77.62）μmol/L vs.（393.70 ± 72.11）μmol/L，P <0.01，图5C]；cABMR 小鼠 BUN 水平高于 aABMR[（5.99±0.59）mmol/L vs.（5.53± 0.18）mmol/L，P <0.05，图5D]。cABMR模型移植肾C3d 阳性区域表达较 aABMR 明显增多[（8.38 ± 3.94）% vs.（4.99±0.81）%，P <0.05，图5E、G]。外周血IgG类DSA平均荧光强度cABMR较aABMR明显增加[（39 095±2 947）vs.（34 077±6 101），P <0.05，图5F]。aABMR、cABMR小鼠移植肾组织CD19、F4/ 80、CD3、Ly6G 免疫组织化学染色情况见图5H， cABMR 与 aABMR 模型肾间质和管周毛细血管 CD19 + B 细胞[（1.83±0.63）% vs.（1.90±0.76）%，P >0.05]、CD3+ T细胞[（2.08±0.53）% vs.（2.03±0.60）%， P >0.05]浸润差异均不显著（图5I、K）。cABMR较 aABMR 移植肾间质 F4/80 标记的巨噬细胞[（6.45± 0.33）% vs.（5.73±0.88）%，P <0.05]、Ly6G标记的髓系细胞[（1.86±0.37）% vs.（1.43±0.30）%，P <0.05]浸润均更明显（图5J、L）。两组移植肾组织中 Treg 细胞表面标志物 Foxp3[（10.81±0.35）vs.（5.43±0.21）， P <0.001]及Treg细胞分泌的抑制性细胞因子白介素（interleukin，IL）⁃10[（4.92±0.97）vs.（3.23±0.78）， P <0.01]浸润差异有统计学意义（图5M、N）。炎性细胞因子IL⁃1β[（125.50±10.59）vs.（154.60±21.16）， P <0.05]、IL⁃6[（24.83±4.92）vs.（35.58±3.87），P <0.01 ]、肿瘤坏死因子α（tumor necrosis factor α，TNF⁃ α）[（39.34±7.50）vs.（55.10±9.03），P <0.01]、趋化因子CCL2[（29.33±7.53）vs.（49.43±8.00），P <0.01]在 aABMR移植肾组织中的浸润均更为显著（图5O~R）。
图2移植肾HE和HAS染色、Banff评分、生存曲线比较
Figure2Comparison of renal allograft HE and PAS staining，Banff score results，and survival curves
图3移植肾组织CD3免疫组织化学染色
Figure3CD3 immunohistochemical staining of the transplanted kidneys
图4cABMR模型的鉴定
Figure4Identification of cABMR model
3 讨论
小鼠肾移植后 ABMR 模型的构建一直备受关注，本研究使用 BALB/cH2d 和 C57BL/6H2b 组合进行实验，在原有的供体背部皮肤移植给受体小鼠的模型基础上，通过采用供体尾部皮肤移植到受体小鼠背部的方式实现皮肤预致敏。实验中所有受体小鼠背部皮肤生长贴合，无红肿、溃烂等感染现象产生，稳定性较好。本研究构建的cABMR模型移植小鼠外周血DSA水平显著上升，表明供体小鼠尾部皮肤可以作为强烈的同种异体抗原，在移植后迅速激活受体内预存抗体的产生。
过往研究的 ABMR 模型小鼠的生存周期普遍停留在肾移植术后10 d以内，不利于研究时间更长的治疗干预对ABMR的影响，本研究通过改变皮肤移植后肾脏移植的时间节点构建出生存周期更长的cABMR模型，模型构建过程中使用同基因小鼠作为对照组（SYN14D 组），该组供受体小鼠均为 C57BL/6品系，MHC完全匹配，受体移植前未进行皮肤预致敏，受体体内B细胞无法识别异种抗体，排除了抗体介导免疫排斥反应的干扰。术后病理结果表明，cABMR组1符合Banff2019标准中对ABMR模型的定义，结合各组小鼠的生存曲线结果，本研究决定选择cABMR组1作为cABMR模型进行后续实验验证。cABMR 模型的 C3d 表达较 SYN14D 组、 TCMR14D组显著增强，表现为典型的管周毛细血管线性沉积，cABMR模型外周血IgG类DSA表达水平较SYN14D组、TCMR14D组显著升高。上述结果表明，本研究构建的cABMR模型成功延长了ABMR小鼠的生存周期。
接下来，本研究就 cABMR 模型与 aABMR 模型的移植肾病理染色、Banff 评分、血清Cr、BUN、移植肾 C3d 免疫组织荧光染色、小鼠外周血 IgG 类 DSA 表达水平进行比较，在此过程中，cABMR模型的检验以aABMR模型作为对照。结果发现cABMR模型更符合Banff2019标准中对ABMR的定义，肾间质中 F4/80标记的巨噬细胞、Ly6G标记的髓系细胞浸润情况cABMR 模型较aABMR 模型均更为显著，这表明cABMR模型的小鼠体内更多的单核巨噬细胞等固有免疫细胞被激活，参与抗原提呈、免疫调节、炎症反应等环节，移植肾组织中Foxp3与IL⁃10的表达在 cABMR 模型中显著减少，IL ⁃1β、IL ⁃6、TNF ⁃α、 CCL2炎症细胞因子的浸润在cABMR模型中显著增多，这表明 cABMR 模型对 Treg 细胞的招募显著减少，同时cABMR模型炎症微环境的持续刺激可能加剧了移植物的损伤，这些均提示 cABMR 模型较 aABMR模型在构建ABMR表型上的优越性。
图5aABMR与cABMR模型比较
Figure5Comparison of aABMR and cABMR models
目前，ABMR分为早发型（术后30 d内发生）活动性ABMR、预存抗体所致的迟发型（术后30 d及以上发生）ABMR以及新生抗体所致的迟发型ABMR[18]。对于ABMR尚无针对性药物，常用的治疗方案包括糖皮质激素联合血浆置换和/或大剂量静脉注射免疫球蛋白（intravenous immunoglobulin，IVIG）或在此基础上联合利妥昔单抗和/或硼替佐米[19-21]，但目前对于这些药物的使用均为超适应使用，尚无确凿证据评估收益是否高于风险。近年来，IL⁃6通路抑制剂、补体抑制剂等新药的陆续出现给ABMR的治疗带来新的希望[20，22]。本研究构建的 cABMR 模型可以在小鼠体内模拟临床常见的早发型 ABMR，为 ABMR药物的开发提供了借鉴。
综上所述，本研究在既往报道的同种异体小鼠肾移植ABMR模型的基础上，将供体BALB/cH2d 的尾部皮肤移植给受体 C57BL/6H2b 小鼠背部，通过改变皮肤移植后肾脏移植的时间点和切取移植肾脏的时间点，构建出符合要求的cABMR模型，具有典型的 ABMR 疾病特征并显著延长了受者小鼠的生存期。该模型可用于cABMR发生机制以及干预措施的探索，具有较高的临床应用价值。
利益冲突声明：
所有作者声明无利益冲突。
Conflict of Interests：
All authors declare no conflicts of interest.
作者贡献声明：
喻琦钦负责主题构思、方案设计、细胞实验操作及论文写作；杨泽昕负责方案设计及论文写作；张俊麒负责实验动物手术操作；桂泽平负责协助实验动物手术操作；倪斌负责数据分析；郑明负责数据分析；沈百欣负责主题设计及论文审核；王子杰负责方案设计及论文审核；顾民负责资金获取、实验设备及材料提供、场地提供及管理监督。
Author’s Contributions：
YU Qiqin was responsible for conceptualization，experi⁃ mental design，cell culture experiments，and manuscript writing； YANG Zexin contributed to experimental design and manuscript writing；ZHANG Junqi performed animal surgical procedures； GUI Zeping assisted with animal surgical operations；NI Bin con⁃ducted data analysis；ZHENG Ming participated in data analy⁃ sis；SHEN Baixin oversaw study conceptualization and manu⁃ script review；WANG Zijie contributed to experimental design and manuscript review；GU Min secured funding，provided experimental equipment/materials and facilities，and supervised the project management.